DE NOTRE CORRESPONDANTE
EN 2006, ON S’EN souvient, l’équipe de Yamanaka (Kyoto) réussissait à reprogrammer des cellules de peau de souris en cellules iPS, très similaires aux cellules souches embryonnaires, en insérant dans leur génome, via un vecteur rétroviral, quatre gènes codant pour des facteurs de transcription (Oct4, Sox2, klf4, c-myc) qui sont inactivés lorsque les cellules embryonnaires se différencient en cellules spécialisées. En 2007, l’exploit était reproduit sur des cellules de peau humaine par l’équipe japonaise, ainsi que par l’équipe de James Thomson (université du Wisconsin) qui avait remplacé les gènes klf4 et c-myc par les gènes nanog et lin28.
Toutefois, ces méthodes entraînaient l’intégration permanente des vecteurs viraux et des transgènes dans le génome des cellules iPS. Ce qui posait des problèmes de sécurité pour l’application clinique et limitait leur utilité pour la recherche, car ces vecteurs pouvaient produire des mutations d’insertion interférant avec la fonction normale des cellules, et l’expression résiduelle des transgènes pouvait influencer la différenciation en lignées spécifiques, ou même favoriser le développement de tumeurs.
Des cellules iPS de souris ont été créées à partir de cellules hépatiques en utilisant un vecteur adénoviral non intégrant exprimant transitoirement les facteurs de reprogrammation (« Sciencexpress » du 25 septembre 2008, Stadtfeld et coll.) ; cependant, le faible rendement rendait incertaine l’application de cette approche pour les cellules humaines. Récemment, deux équipes (Kaji et coll. , « Nature 2009 » ; Woltjen et coll., « Cell » 2009) ont proposé des systèmes génétiques non viraux à la fois pour transférer les gènes de reprogrammation et pour les éliminer une fois la transformation en cellules iPS achevée. Dans l’un, la recombinaison Cre-LoxP provoque l’élimination des transgènes intégrés, mais laisse tout de même des séquences résiduelles de vecteurs qui peuvent toujours créer des mutations d’insertion. L’autre a utilisé l’excision des transposons piggyBac pour produire des cellules iPS de souris sans vecteur et sans transgène, mais, d’une part, des cellules iPS humaines n’ont pas encore été créées avec cette méthode, d’autre part, éliminer de multiples transposons est une tache laborieuse.
L’utilisation d’un plasmide.
Yu, Thomson et coll., décrivent une nouvelle approche dans « Sciencexpress ». Ils ont utilisé un
plasmide (dérivé du virus d’Epstein-Barr), un ADN circulaire extrachromosomique capable d’une faible réplication, pour introduire les facteurs de reprogrammation dans des cellules cutanées humaines (prélevées sur le prépuce de nouveau-nés).
Ces plasmides peuvent être transfectés dans les cellules cutanées, puis éliminés ultérieurement par culture cellulaire en l’absence de sélection médicamenteuse.
« Les plasmides portent tous les transgènes nécessaires, mais ne s’intègrent pas dans l’ADN de l’hôte, ils flottent juste dans la cellule comme des épisomes, précise le Dr Thomson. Une fois que les transgènes ont accompli leur tâche et ne sont plus nécessaires, on peut simplement récupérer les cellules iPS qui ont perdu leurs épisomes. »
Les cellules iPS obtenues sont remarquablement similaires aux cellules souches embryonnaires et montrent la même capacité à proliférer indéfiniment en culture et à se différencier dans tous les types cellulaires de l’organisme. L’efficacité de la reprogrammation des fibroblastes humains avec cette méthode reste faible, mais les chercheurs espèrent améliorer le rendement dans le futur (en utilisant peut-être d’autres cellules ou des facteurs chimiques supplémentaires).
« Des défis importants demeurent également dans la différenciation cellulaire spécifique et dans les moyens de délivrance, mais la production de cellules iPS humaines sans vecteur et sans transgène est néanmoins une avancée importante en direction de l’application clinique de ces cellules », concluent les chercheurs.
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